Protokoll: Konjugationsreaktion von alkin- bzw. azidmodifizierten Proteinen mit Farbstoff-Aziden bzw. -Alkinen
Der Puffer für die Proteinmarkierung wird bei der CuAAC-Reaktion mit Proteinen eingesetzt und ist dafür
optimiert, Biomoleküle vor Schädigung durch reaktive Sauerstoffspezies zu schützen. Für die
Reaktion eignen sich alkin- bzw. azidmodifizierte Proteine sowie mit Azidgruppen metabolisch markierte Zellen oder
Zelllysate.
Bei der Konjugationsreaktion eines Azids mit der terminalen Alkingruppe wird ein 5-gliedriger
Heterozyklus — 1,2,3-Triazol gebildet. Da Azid- und Alkingruppen in natürlichen Biomolekülen praktisch
nie vorkommen, ist die Reaktion sehr spezifisch und breit anwendbar.

Die Reaktion
verläuft in Anwesenheit von Kupfer(I)-Verbindungen und ist kaum vom pH-Wert abhängig. Der Puffer für
die Proteinmarkierung ist für die Arbeit mit Proteinen optimiert und enthält ein Kupfer(II)-Salz, einen
stabilen Vorgänger katalytisch aktiver Kupfer(I)-Verbindungen, Triethylammoniumacetat pH 6.8, den wasserlöslichen
Liganden THPTA und Aminoguanidin. Es wird empfohlen, Kupfer(II) mit einer frisch angesetzten Ascorbinsäure-Lösung zu reduzieren. Der
Ligand THPTA im Puffer beschleunigt die Reaktion und stabilisiert katalytisch aktive Kupfer(I)-Verbindungen.
Die Anwesenheit des wasserlöslichen THPTA erlaubt darüber hinaus die Durchführung der Reaktion im wässrigen
Medium (ohne Zusatz organischer Hilfslösungsmittel). Durch die Stabilisierung von Kupfer(I)-Verbindungen
minimiert THPTA die Entstehung reaktiver Sauerstoffspezies (ROS) und somit eine unerwünschte Schädigung
der Proteine durch Oxidation von Histidin, Methionin und Cystein. Zusätzlich zugesetztes Aminoguanidin soll die
Bindung reaktionsfähiger Aldehyde, die aus Dehydroascorbat durch Hydrolyse entstehen können, an die
Seitenketten von Arginin, N-terminalem Cystein und Lysin verhindern.
Für die Reaktion werden ein in azidfreiem
Puffer gelöstes alkin- bzw. azidmodifiziertes Protein, Farbstoff-Azid bzw. -Alkin, 1.5x Puffer für die Proteinmarkierung,
Ascorbinsäure benötigt. Es wird empfohlen,
Schritte 6-9 unter Inertgasatmosphäre (Stickstoff oder Argon) durchzuführen.
Protokoll
Wir empfehlen
folgendes Protokoll für die Konjugation von modifizierten Proteinen mit Farbstoffderivaten:
- Berechnen Sie das Gesamtreaktionsvolumen abhängig von der Menge des modifizierten Proteins:
! Das Volumen der alkin- bzw. azidmodifizierten Proteinlösung darf maximal 1/3 des
Gesamtreaktionsvolumens betragen.
Gesamtreaktionsvolumen, µl |
Proteinmenge |
100 |
von 4 bis 20 nmol |
200 |
von 20 bis 40 nmol |
400 |
von 40 bis 80 nmol |
600 |
von 80 bis 600 nmol |
- Berechnen Sie die Volumina der für die Proteinmarkierung benötigten Reagenzien anhand der
untenstehenden Tabelle:
Reagenz |
Volumen, µl |
Konzentration der Stammlösung |
Farbstoff-Azid oder -Alkin |
(Proteinmenge [nmol]) × 0.3* |
10 mM in DMSO oder Wasser |
Puffer für die Proteinmarkierung |
(Gesamtreaktionsvolumen [µl]) × 0.67 |
1.5х |
Ascorbinsäure |
(Gesamtreaktionsvolumen [µl]) × 0.02 |
50 mM in Wasser |
Wasser |
(Gesamtreaktionsvolumen [µl]) – Volumen der Farbstofflösung [µl] –
Puffervolumen [µl] – Volumen der Ascorbinsäurelösung [µl])
|
— |
* - der Farbstoffüberschuss kann in Abhängigkeit von der Anzahl der Azid- bzw. Alkingruppen
in Proteinmolekülen variieren. Die Berechnungen in der Tabelle beziehen sich auf den 3-fachen
Farbstoffüberschuss. Für den 1.5–10-fachen Farbstoffüberschuss soll die Proteinmenge (nmol)
mit 0.15–1 multipliziert werden. Beachten Sie jedoch bitte, dass bei Verwendung von Aziden bzw. Alkinen mit
geringer Wasserlöslichkeit diese bei einem erheblichen Überschuss aus dem Reaktionsgemisch
ausfallen können. Verwenden Sie daher wasserlösliche Farbstoffe wie sulfonierte Cyaninfarbstoffe
sulfo-Cyanine.
- Bereiten Sie die Stammlösung des Farbstoff-Azids bzw. -Alkins (10 mM in DMSO oder
Wasser für wasserlösliche Alkine und Azide) und Ascorbinsäure (50 mM in Wasser)
zu.
Beachten Sie bitte, dass Ascorbinsäure anfällig für Oxidation durch Luftsauerstoff ist. Verwenden
Sie daher immer nur frisch angesetzte Lösungen (die Lösung ist 24 Stunden lang stabil). Bereiten
Sie die Stammlösung zu, indem Sie 10 mg Ascorbinsäure
in 1,1 ml Wasser auflösen.
- Fügen Sie den Puffer für die Proteinmarkierung zu der Lösung des modifizierten
Proteins hinzu und vortexen Sie.
- Fügen Sie die Stammlösung des Farbstoff-Azids bzw. -Alkins hinzu und vortexen
Sie noch einmal gut.
- (Empfohlen) Entgasen Sie die Lösung. Schließen Sie dafür eine Einmalpipettenspitze an den
Plastik- bzw. Silikonschlauch des Druckreglers der Flasche mit Inertgas (Argon, Stickstoff) an. Stellen Sie
einen sehr schwachen Gasstrom ein und halten Sie die Pipettenspitze 3-10 mm oberhalb des Flüssigkeitsspiegels.
Berühren Sie dabei weder Flüssigkeit noch Röhrchenwände. Der Gasstrom muss so eingestellt
sein, dass er einen Strudel in der Flüssigkeit erzeugt, das Verspritzen der Flüssigkeit ist
jedoch zu vermeiden. Halten Sie die Pipettenspitze so 10–20 s lang.
Werden mehrere Markierungsreaktionen parallel vorbereitet, kann mit einem Zentrifugalkonzentrator entgast
werden. Platzieren Sie die Röhrchen im Gerät, starten Sie den Durchlauf, bauen Sie für 30–40 s
Vakuum auf und leiten Sie anschließend Inertgas durch das Gerät.
- Fügen Sie die Ascorbinsäure-Lösung hinzu, leiten Sie einige Sekunden lang ein Inertgas
durch das Röhrchen hindurch und verschließen Sie es.
- Vortexen Sie die Lösung.
- Inkubieren Sie das Gemisch bei Raumtemperatur für 8–16 Stunden.
- Reinigen Sie das Reaktionsprodukt mittels Dialyse oder Gelfiltration.
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